by Mochamad Nurcholis, STP.MP

Presentasi berjudul: "by Mochamad Nurcholis, STP.MP"— Transcript presentasi:

1 by Mochamad Nurcholis, STP.MP
PBL MIKROBIOLOGI by Mochamad Nurcholis, STP.MP

2 Mengapa studi mikrobiologi ???

3 PBL MIKROBIOLOGI PBL : Panduan Bekerja Laboratorium Tujuan : mencegah kontaminasi kultur melindungi personil/peneliti dari bahaya infeksi /patogen melindungi personil dari saprofit, parasit mengetahui dosis dan rute infeksi “Anggap semua mikroorganisme sebagai m.o yang memiliki potensi membahayakan!!!”

4 OVERVIEW Preparasi dan Teknik Aseptis Pembuatan Media mikroorganisme
Sterilisasi dengan autoklaf Penggunaan pipet mikro Seri pengenceran (sampel padat dan cair) Menggunakan laminar air flow (LAF) Teknik isolasi (streak, spread plate dan pour plate) Transfer kultur Hitungan Cawan (Metode SPC) Penggunaan mikroskop

5 Biohazard Level Level 1 : lab. tidak diperkenankan bekerja dengan patogen yang sudah diketahui Level 2 : lab. Untuk pengerjaan m.o. patogen, rekombinan DNA dari atau ke patogen Tanda khusus untuk alat Bekerja secara aseptis Dekontaminasi setiap selesai bekerja dengan m.o

6 ATURAN DASAR BEKERJA DI LAB MIKROBIOLOGI
Mengenakan jas lab khusus mikrobiologi Mencuci tangan dengan air dan sabun sebelum dan setelah bekerja Aseptis tempat/meja kerja sebelum dan sesudah Gunakan lap disposable, misal tisu Cantumkan label kultur, tanggal dibuat dan nama pembuat Barang pribadi, catatan, topi, payung disimpan di luar lab. Tidak membawa, menyiapkan, menyimpan dan menggunakan makanan, minuman, merokok, kosmetik Pakaian rapi, mengikat rambut, mencukur jenggot, bersepatu/sandal tertutup

7 ATURAN DASAR BEKERJA DI LAB MIKROBIOLOGI
Sterilisasi alat gelas, kultur, media yang terkontaminasi sebelum dicuci Hati-hati bekerja dengan jarum suntik, dekontaminasi dulu sebelum dibuang Sedia wadah, lap dan desinfektan untuk alat yang terkontaminasi Hindari tumpahnya kultur ketika memipet, “jangan memipet dengan mulut!” Jika menumpahkan kultur, segera lakukan dekontaminasi Meminimalkan pembentukan aerosol pada saat bekerja dengan kultur

8 ATURAN DASAR BEKERJA DI LAB MIKROBIOLOGI
Bersihkan dan buang bahan yang telah terpakai Sanitasi air, alat seperti waterbath dan refrigerator harus dicek dan dibersihkan berkala Tidak bekerja sendirian jika pekerjaannya berbahaya Mencari informasi tentang operasional penggunaan alat, jika belum mengetahui cara penggunaannya Laporkan kepada penanggung jawab lab. Jika ada kecelakaan, misal : tertelan bahan kimia, luka bakar

9 1. TEKNIK ASEPTIS Sebelum dan sesudah bekerja pada laboratorium mikrobiologi hendaknya : Mencuci tangan dengan air mengalir Mencuci tangan dengan sabun

10 Materi yang diujikan Preparasi Alat : Teknik Aseptis : Petridish
Tabung reaksi Erlenmeyer Teknik Aseptis : Meja Ose Petridish, tabung reaksi, erlenmeyer

11 TEKNIK ASEPTIS Aseptis permukaan meja kerja  desinfektan : alkohol 70% Aseptis Loop atau ose Loop dicelupkan ke dalam tabung berisi alkohol 90% (lakukan pemanasan dengan bunsen hingga membara)  diulang sebanyak 2-3 kali. Aseptis petridish steril : Buka bungkus petridish, panaskan bagian permukaan petridish di atas api Bunsen secara merata. Aseptis mulut tabung reaksi dan erlenmeyer (jangan lupa membuka dan menutup tabung atau erlenmeyer secara aseptis!!!). Setelah selesai jangan lupa membungkus kembali petridish, erlenmeyer dan tabung reaksi!. Permukaan meja kerja dibersihkan kembali dengan desinfektan/alkohol 70%.

12 Perbedaan Medium vs Media ???
2. Nutrisi dan medium Mikroorganisme membutuhkan nutrisi untuk tumbuh, metabolisme, regenerasi sel. Definisi Medium : Suatu bahan yang terdiri dari campuran nutrisi yang dipakai untuk menumbuhkan mikroba, isolasi, memperbanyak sel, pengujian sifat-sifat fisiologi dan perhitungan jumlah mikroba. Perbedaan Medium vs Media ???

13 Komposisi Sel Bakteri UNSUR % Berat kering Karbon (C ) 50
Oksigen (Oleh) 20 Nitrogen (N) 14 Hidrogen (H) 8 Fosfor (P) 3 Sulfur (S), Kalium (K), dan Natrium (Na) masing-masing 1 Kalsium (Ca), Magnesium (Mg), Khlor (Cl) masing-masing 0,5 Besi (Fe) 0,2 Lainnya 0,3 Air : 80 – 90% Protoplasma, dinding sel cadangan makanan yang berupa lipida, polisakarida, polifosfat, dll) : 10 – 20% berat kering.

14 Syarat-syarat Medium Mengandung nutrisi yg mudah dimanfaatkan m.o
Mempunyai tekanan osmosis dan pH sesuai dengan pertumbuhan m.o Harus steril Tidak mengandung zat penghambat pertumbuhan m.o

15 MEDIum MIKROORGANISME
Medium kultur  bahan yang berisi nutrisi dan dipersiapkan untuk pertumbuhan mikrooganisme. Kultur  Mikroba yang tumbuh dan berkembang pada suatu medium. Agar  agen yang umum digunakan untuk membentuk konsistensi medium menjadi padat. Medium agar  Medium yang konsistensinya padat.

16 Keuntungan Medium Agar
Sedikit mikroorganisme yang mendegradasi Cair pada suhu 100oC Mengapa Berwujud cair pada suhu > 55oC ??? Suhu untuk mempertahankan wujud cair : ≥ 55oC Jika memadat, panaskan pada suhu 100oC Gelatin Nutrisi untuk beberapa mikroorganisme Berwujud cair pada suhu 35-37oC

17 Klasifikasi Medium Berdasarkan Susunan Kimia
Medium anorganik  tersusun dari bahan anorganik Medium organik  tersusun dari bahan organik Medium sintetik  susunan kimianya diketahui pasti; biasanya digunakan untuk mempelajari kebutuhan makanan mikroba. Medium non sintetik  susunan kimianya tidak dapat ditentukan dengan pasti, banyak digunakan untuk menumbuhkan dan mempelajari taksonomi mikroba.

18 Klasifikasi Medium Berdasarkan Konsistensinya
Medium cair  berbentuk cair (tanpa agar). Medium padat  berbentuk padat (agar 1,5-2%)  medium padat organik (wortel, kentang, dll), medium padat anorganik (silika gel). Medium yang dapat dicairkan (semi solid)  agar atau gelatin 0,75%.  dalam keadaan panas (dipanasi) berbentuk cair, tetapi dalam keadaan dingin berbentuk padat. agar-agar atau gelatin.

19 Klasifikasi Medium Berdasarkan Fungsinya
Medium diperkaya  ditambah zat-zat tertentu (serum, darah, ekstrak tumbuhan dll)  untuk menumbuhkan mikroba heterotrof tertentu. Medium selektif  ditambah zat kimia bersifat selektif  untuk mencegah pertumbuhan mikroba ttt  medium yang mengandung kristal violet mencegah pertumbuhan bakteri Gram positif tanpa mempengaruhi bakteri Gram negatif. Medium diferensial  ditambah zat kimia ttt sehingga mikroba membentuk pertumbuhan atau perubahan ttt.  untuk membedakan bakteri himolitik dan non himolitik.

20 ….Cont. Medium penguji  susunan tertentu
 untuk pengujian vitamin, asam amino, antibiotik dll. Medium perhitungan jumlah mikroba  medium spesifik yang digunakan untuk menghitung jumlah mikroba dalam suatu bahan. Medium Khusus yaitu medium untuk menentukan tipe pertumbuhan mikroba dan kemampuannya untuk mengadakan perubahan-perubahan kimia tertentu.

21 Jenis Medium Berdasarkan m.o. yang tumbuh - PCA : total m.o
- NA/NB : bakteri - MRSA/MRSB : BAL - SSA/BSA : Salmonella - EMBA/VRBA : E. coli - PDA/PDB : kapang - PGYA/PGYB : khamir

22 Tipe Medium Kultur Chemically Defined Complex
Komposisi kimia diketahui secara tepat Bahan yg terkandung spesifik Digunakan untuk menumbuhkan m.o secara cepat Contoh : NaCl 1% (g/L), KCl 1,5% (g/L), dsb Complex Komposisi kimia tidak diketahui secara tepat Bahan yang terkandung bervariasi (kompleks) Umumnya bakteri dan fungi yang tumbuh pada medium ini Contoh : molases, whey

23 Tahapan Pembuatan Media
Menghitung Kebutuhan Media Menimbang Mencampur bahan-bahan Menentukan dan mengatur pH Sterilisasi

24 Pembuatan Media Agar Miring, Agar Tegak dan Agar Cawan
Media cair yang belum steril dimasukkan ke dalam tabung reaksi sebanyak 5 – 7 mL Mulut tabung reaksi ditutup dan disterilisasi dengan autoklaf. Setelah selesai disterilisasi, tabung reaksi diletakkan dalam posisi miring (kemiringan 10°C) hingga benar-benar memadat. Agar Tegak Media yang telah dimasukkan dalam tabung reaksi dan disterilisasi, diletakkan dalam posisi tegak (pada rak tabung reaksi) hingga benar-benar memadat. Agar Cawan Media steril dituang ke dalam cawan petri secara aseptis sebanyak mL, tutup, dan biarkan hingga memadat dan siap digunakan .

25 Bagaimana menghitung kebutuhan media ?
Penuangan Medium Bagaimana menghitung kebutuhan media ?

26 Organisme Medium selektif Inkubasi Penampakan Salmonella SS Agar 35C, jam Keruh atau bening, tidak berwarna (bagian tengahnya mungkin berwarna hitam) Shigella Keruh atau bening, tidak berwarna Yersinia 35C, jam Salmonella –Shigella BG Agar Koloni berwarna merah Salmonella–Shigella tidak memfermentasi laktosa Vibrio cholerae TCBS Agar 35C, jam Kuning, permukaan agak datar, bagian tengah keruh dan bagian pinggir bening V. parahaemolyticus (+3%NaCl) Hijau kebiruan, bulat agak keruh

27 Organisme Medium selektif Inkubasi Penampakan Koliform koloni fekal EMB agar 32C, jam berwarna gelap dengan sinar hijau metalik, diameter 0,5 – 1,5 mm Koliform koloni non fekal EMB Agar berwarna merah muda, diameter 1,0 – 3,0 mm dan tengahnya berwarna gelap seperti mata ikan Escherichia coli VRB Agar 37C, jam Berwarna merah gelap Staphylococcus VJ Agar berwarna hitam dikelilingi arealwarna kuning (karenaterjadinya fermentasi mannitol) Staphylococcus 110 Agar Koloni berwarna kuning oranye, jika ditetesi indikator BCP (Bromcresol purple)akan menunjukkan perubahan warna karena terjadi fermentasi mannitol

28 3. STERILISASI Definisi :
Proses membebaskan bahan dan alat dari agen kehidupan (mikroorganisme pembusuk dan patogen). Prinsip Kerja : Memusnahkan kontaminan mikroorganisme dari suatu bahan / alat dengan cara fisik, mekanik maupun kimia.

29 Jenis-jenis Sterilisasi
Mekanik ex : filtrasi Fisik - Pemanasan : api langsung, panas kering, uap air panas, uap air bertekanan - Penyinaran UV Kimia ex : penggunaan larutan desinfektan

30 AUTOKLAF Keterangan : Tombol pengatur waktu mundur
Katup pengeluaran uap Pengukur tekanan Klep pengaman Tombol ON/OFF Termometer Elemen pemanas/heater Media pemanas/aquades Skrup pengunci / pengaman Sarangan/tapisan : batas penambahan aquades

31 Prosedur Penggunaan Autoklaf
Cek dahulu banyaknya air dalam autoklaf. Jika air kurang dari batas yang ditentukan, maka tambah dengan air hasil destilasi sampai batas tersebut. Peralatan dan bahan dimasukkan. Jika mensterilisasi botol bertutup ulir, maka tutup harus dikendorkan. Tutup autoklaf, skrup pengaman dikencangkan. Klep pengaman jangan dikencangkan terlebih dahulu. Nyalakan autoklaf (tekan tombol ON), suhu dan timer diatur (suhu 121oC selama 15’)

32 Prosedur Penggunaan Autoklaf
Tunggu sampai air mendidih sehingga uapnya memenuhi kompartemen autoklaf dan terdesak keluar dari klep pengaman. Kemudian klep pengaman ditutup Penghitungan waktu 15’ dimulai sejak tekanan mencapai 2 atm. Jika alarm berbunyi, maka tunggu tekanan dalam kompartemen turun hingga sama dengan tekanan udara di lingkungan (jarum pada preisure gauge menunjuk ke angka nol). Kemudian klep-klep pengaman dibuka dan keluarkan isi autoklaf dengan hati-hati.

33 Hal-hal yang Harus diperhatikan
Beberapa bahan seperti aquades, media pertumbuhan m.o dan alat glass ware harus disterilisasi. Umumnya disterilisasi dengan panas (autoklaf). Media dengan pH <6 dan pH > 8 sebaiknya tidak disterilisasi dengan autoklaf Beberapa media atau bahan yang tidak disterilkan dengan autoklaf adalah : - Bahan tidak tahan panas seperti serum, vitamin, antibiotik, enzim. - Pelarut organik seperti fenol Buffer dengan kandungan detergen seperti SDS Glukosa, karena berubah warna menjadi coklat

34 4. LAMINAR AIR FLOW

35 “The right man in the right place!!!!”
Bio Safety Level (BSL) “The right man in the right place!!!!”

36 Prosedur Penggunaan LAF
Hidupkan lampu UV selama 2 jam, selanjutnya matikan segera sebelum mulai bekerja Pastikan kaca penutup terkunci dan pada posisi terendah, lalu nyalakan lampu neon dan blower. Biarkan selama 5 menit Cuci tangan dan lengan dengan sabun gemisidal / alkohol 70% Usap permukaan interior LAF dengan alkohol 70% atau desinfektan yang cocok dan biarkan menguap masukkan alat dan bahan yang akan dikerjakan, “Jangan terlalu penuh (overload) karena memperbesar resiko kontaminasi” Atur alat dan bahan yang telah dimasukan ke LAF sedemikian rupa sehingga efektif dalam bekerja dan tercipta areal yang benar-benar steril Kerja secara aseptis dan jangan sampai pola aliran udara terganggu oleh aktivitas kerja setelah selesai bekerja, biarkan 2-3 menit supaya kontaminan tidak keluar dari LAF Usap permukaan interior LAF dengan alkohol 70% dan biarkan menguap lalu tangan dibasuh dengan desinfektan Matikan lampu neon dan blower

37 Teknik Aseptis Bekerja di LAF
Keterangan : Semprot sekitar meja dengan alkohol 70 % Semprot meja LAF dan tangan dgn alkohol 70% Letakkan alat dan bahan steril pada bagian dlm LAF Semprot bagian permukaan alat dengan alkohol 70% Nyalakan api bunsen dan diamkan sebentar Semprot lagi tangan dengan alkohol 70% sebelum memulai bekerja di LAF Setelah selesai bersihkan meja, semprot dng alkohol Semprot tangan dng alkohol

38 5. Penggunaan Pipet Prosedur Penggunaan Mikropipet :
Perhatikan jenis mikropipet (2,5; 5; 10; 25; 50; 100; 200; 1000) µL Mengatur ukuran volume sampel yg akan diambil Memasang tip secara aseptis Tekan thumb knob mikropipet dengan ujung ibu jari hingga hentakan ke-1 Masukkan tip ke dalam cairan sampel, tahan mikropipet pd posisi vertikal ,lepas ujung ibu jari perlahan hingga sampel masuk ke dlm tip Keluarkan sampel cairan ke tempat penampung dengan menekan thumb knob dengan ibu jari hingga hentakan ke-2 Kembalikan pengatur volume sampel ke posisi semula

39

40 6. SERI PENGENCERAN “ Semakin tinggi tingkat pengenceran semakin sedikit m.o yang teramati “

41 Prosedur Pengenceran Sampel cairan awal disiapkan (larutan sampel konsentrasi 100) Sampel padat (timbang ± 5 g, larutkan dengan 45 mL pepton / larutan garam fisiologis / aquades steril) Masing-masing sebanyak 9 mL larutan garam fisiologis disiapkan ke dalam 3 tabung reaksi (sebagai larutan pengencer) Buatlah pengenceran dari larutan sampel dengan konsentrasi masing-masing 10-1,10-2, mL larutan sampel ke dalam 9 mL larutan pengencer, dst). Kertas label dipasang ke masing-masing tabung reaksi. Masing-masing seri pengenceran dimasukkan ke dalam tabung reaksi yang sesuai dengan labelnya.

42 7. TEKNIK ISOLASI Cawan gores (streak plate)
“Inokulum digoreskan pada permukaan medium agar nutrien dalam cawan petri dengan ose/loop steril, sehingga diperoleh koloni tunggal yg terpisah.” Cawan sebar (spread plate) “Inokulum diletakkan pada bagian tengah permukaan agar dalam cawan petri, selanjutnya disebarkan dengan batang kaca bengkok (triangel) steril.” Cawan tuang (pour plate) “Inokulum dimasukkan cawan petri, kemudian media agar steril yang masih cair dituang ke cawan petri, lalu diratakan.”

43 Streak Plate Pour Plate Spread Plate

44 8. Hitungan Cawan “Setiap kenaikan tingkat pengenceran, jumlah m.o yang teramati turun secara logaritmik”

45 Prosedur Hitungan Cawan
Koloni yang tumbuh pada media agar diamati dan ditandai dengan spidol marker Koloni dihitung dengan bantuan colony counter (3 plate seri pengenceran) Hasil perhitungan koloni dicatat Gunakan aturan SPC untuk menghitung jumlah koloni sebenarnya (setelah dikalikan dengan factor pengenceran) Menentukan jumlah koloni dengan satuan CFU’s/mL

46 Ketentuan Menghitung Koloni
Satu koloni dihitung 1 koloni. Dua koloni yang bertumpuk dihitung 1 koloni. Beberapa koloni yang berhubungan dihitung 1 koloni. Dua koloni yang berhimpitan dan masih dapat dibedakan dihitung 2 koloni. Koloni yang terlalu besar (lebih besar dari setengah luas cawan) tidak dihitung. Koloni yang besarnya kurang dari setengah luas cawan dihitung 1 koloni.

47 Hitungan Cawan (Metode SPC)
Satuan : CFU’s (Colony Forming Units)/mL Cara menghitung sel relatif / CFU’s per ml CFU’s / mL = jumlah koloni X (1 / FP)

48 Beberapa contoh perhitungan
Kasus 1 Kasus 2 Kasus 3

49 Beberapa contoh perhitungan
Kasus 4 Kasus 5

50 9. TEKNIK TRANSFER KULTUR
Transfer kultur dari agar ke agar Transfer kultur dari cair ke cair Panaskan ose/loop dengan api bunsen Ambil satu ose biakan kultur dari agar plate Goreskan ke media agar miring Panaskan ose/loop dengan api bunsen Ambil satu ose biakan kultur dari medium cair Pindahkan ke medium cair baru

51

52

53 10. MIKROSKOP Antony van leeuwenhoek (1632) :
Mahasiswa ilmu pengetahuan alam berkebangsaan Belanda dan tertarik pada pembuatan mikroskop. Orang yg pertama kali melaporkan hasil pengamatan terhadap bakteri dan protozoa. Menciptakan 250 buah mikroskop lensa tunggal yang memiliki perbesaran maksimal hingga 300 x. Mampu membuat sketsa mikroorganisme bakteri dengan bentuk seperti bola, batang, silindris dan spiral.

54 MIKROSKOP Merupakan instrumen yang paling banyak digunakan dan bermanfaat di laboratorium mikroskopi untuk mengamati organisme dan struktur yang tak tampak oleh mata telanjang Kategori mikroskop : Mikroskop cahaya atau optis : menggunakan lensa optis untuk memperoleh perbesaran Jenis mikroskop cahaya : 1) medan terang, 2) medan gelap, 3) fluoresensi, 4) kontras fase Mikroskop elektron : menggunakan berkas elektron sebagai pengganti gelombang cahaya untuk memperoleh bayangan yang diperbesar

55 Mikroskop dan Bagian-bagiannya
Lensa okuler Revolving nospiece (pemutar lensa obyek) Tempat lensa okuler Meja benda Pengaturan kondenser Lensa obyektif Pengatur lampu Tombol ON/OFF Tombol pengatur diopter Pengatur jarak interpupilar Penjepit preparat Sumber cahaya Skrup vertikal Skrup horisontal Skrup kasar Skrup halus Pengatur pengamatan obyek Pengatur diafragma Cari gambar dan bagian 2 mikroskop

56 Prosedur Penggunaan Mikroskop
Menyalakan lampu a. tekan tombol on (8) b. atur kekuatan lampu dengan memutar bagian (7) Menempatkan spesimen pada meja benda a. Letakan objek gelas diatas meja benda (4) kemudian jepit dengan (11). Jika meja benda belum turun, diturunkan dengan sekrup kasar (15) b. Cari bagian dari objek gelas yang terdapat preparat ulas (dicari dan diperkirakan memiliki gambar yang jelas) dengan memutar sekrup vertikal dan horizontal (13) dan (14)

57 Prosedur Penggunaan Mikroskop
Memfokuskan a. Putar Revolving nosepiece (2) pada perbesaran objektif 10x lalu putar sekrup kasar (15) sehingga meja benda bergerak ke atas untuk mencari fokus b. Setelah fokus perbesaran 10 didapatkan, maka putar (2) pada perbesaran selanjutnya yaitu perbesaran objektif 40x. kemudian putar sekrup halus (16) untuk mendapatkan fokusnya c. Lakukan hal yang sama jika menggunakan perbesaran yang lebih tinggi

58 Lensa Obyektif dan Okuler
Penamaan Obyektif Perbesaran Obyektif Perbesaran Okuler Perbesaran Total Daya rendah 10 100 Daya tinggi 40 400 Celup minyak 1000 Cari gambar dan bagian 2 mikroskop Catatan : Mulai dari perbesaran terendah (100x), dst Pada perbesaran 1000 diaplikasikan minyak emersi

59 Perbandingan Jenis Mikroskop
Perbesaran Maksimum Penampakan spesimen Kegunaan Medan terang Diwarnai atau tdk; bakteri biasanya diwarnai dan menampakkan zat pewarnanya Melihat ciri-ciri morfologi keseluruhan bakteri, khamir, kapang, alga dan protozoa Medan gelap Biasanya tdk diwarnai, tampak terang dalam medan gelap Melihat bakteri dan menunjukkan sedikit ciri morfologi khas Fluoresen Cerah dan berwarna seperti zat fluoresennya Membantu identifikasi m.o. yg diamati Kontras fase Berbagai derajat kegelapan Pemeriksaan struktur sel m.o. berukuran besar, ex: khamir, kapang, alga, bbrp bakteri Elektron Cerah pada layar fluoresen Mengamati virus dan stuktur ultrasel m.o.

60 “Gunakan mikroskop yang sesuai untuk mengamati spesimen mikroorganisme

61 Ciri-ciri Kelompok Mikroorganisme
Ukuran Ciri Penting Peranan Bakteri 0,5-10 µm x 0,5-2,5 µm Kisaran 0,2 x 100 µm Prokariotik, uniseluler, struktur internal sederhana, tumbuh pada media laboratoris buatan, reproduksi aseksual, pembelahan sel sederhana Beberapa penyebab penyakit, Penyubur tanah, Industri , Beberapa perusak makanan. Virus 0,015-0,2 µm Tak tumbuh pada media laboratoris buatan, tergantung pada sel hidup, obligat parasit, teramati dengan mikroskop elektron Penyebab penyakit pada manusia, hewan, tumbuhan dan menginfeksi mikroorganisme. Khamir 5-20 µm Eukariotik, uniseluler, kultivasi mirip bakteri, reproduksi aseksual (pembelahan), penguncupan atau seksual Produksi minuman beralkohol, Pelengkap makanan, Bbrp penyebab penyakit.

62 Ciri-ciri Kelompok Mikroorganisme
Ukuran Ciri Penting Peranan Kapang 2-10 µm x beberapa mm Eukariotik, multiseluler dengan banyak ciri khusus, kultivasi mirip bakteri dan khamir, reproduksi aseksual dan seksual Penyebab dekomposisi bahan pangan,produksi penisilin, penyebab penyakit pada manusia, hewan dan tumbuhan. Protozoa 2-200 µm Eukariotik, uniseluler, bbrp dpt dikultivasi, bbrp mrp parasit intraseluler, reproduksi seksual dan aseksual Makanan bagi hewan akuatik, bbrp penyebab penyakit. Algae 1 µm hingga bbrp meter Eukariotik, uniseluler, dan multiseluler, bnyk tdp di lingk. akuatik, reproduksi aseksual dan seksual, mengandung pigmen Produsen pd lingk akuatik, bahan pangan, sumber agar media m.o, farmasi, bbrp beracun.

63 “Mikroskop mana yang sesuai untuk pengamatan mikroorganisme di atas???”

64 Penyiapan preparat untuk pengamatan dengan mikroskop
Grup Teknik Persiapan Penerapan A Basah/tetes bergantung Tetesan zat alir berisikan organisme pada kaca objek atau kaca tutup Telaah morfologi, struktur internal sel, motilitas, perubahan sel. B Kering/ Pewarnaan Suspensi sel difiksasi pada kaca objek sebagai lapisan tipis (olesan), biasanya dng panas Berbagai prosedur pewarnaan. B1 Sederhana Olesan diwarnai dengan larutan zat pewarna tunggal Menunjukkan ukuran, bentuk, tata letak sel. B2 Diferensial 2 atau lebih reagen digunakan Mengamati perbedaan antar bagian sel. B2.1 Gram Pewarna ungu kristal diaplikasikan ke olesan, kemudian diperlaukan dng reagen dan diberi pewarna tandingan safranin Membedakan bakteri Gram (+) berwarna ungu gelap dan Gram (-) berwarna merah.

65 Lanjutan Penyiapan Preparat
Grup Teknik Persiapan Penerapan B2.2 Tahan asam Olesan diwarnai dengan karbolfuksin, dipucatkan, diberi pewarna tandingan metilen biru Memisahkan bakteri tahan asam (warna tak pudar bila terkena asam) dengan bakteri tak tahan asam (pudar krn asam) B2.3 Giemsa Zat warna diterapkan pada olesan darah atau spesimen lain Mengamati protozoa darah, riketsia, bahan nukleus bakteri B2.4 Spora Pewarna malacit hijau diterapkan dng panas spy merembes ke dlm spora, pewrana tandingan safranin Endospora dapat dilihat pada spesies Bacillus dan Clostridium, sel vegetatif berwarna merah B2.5 Kapsul Olesan terwarnai setelah perlakuan dengan tembaga sulfat Kapsul dapat dilihat sebagai daerah atau zona bening mengelilingi sel-sel berkapsul

66 Lanjutan Penyiapan Preparat
Grup Teknik Persiapan Penerapan B2.6 Flagela Mordan berguna untuk menebalkan flagelum sebelum pewarnaan Pengamatan flagelum pada bakteri C Pewarnaan negatif Spesimen dicampur dengan tinta India dan disebarkan menjadi lapisan tipis Menelaah morfologi, prosedur dan reagen pewrnaan sangat lemah pengaruhnya terhadap m.o; dinamakan pewarnaan negatif karena m.o tidak diwarnai dan dibuat menjadi kasat mata karena latar belakangnya gelap

67 TERIMA KASIH SEMOGA BERMANFAAT